卒中后抑郁(post-stroke depression，PSD)是一种常见的脑卒中并发症，大约三分之一的卒中幸存者患有PSD，PSD会造成患者恢复变慢、致残率提高等不良影响[1]。目前临床上PSD治疗仍然以三环类抗抑郁药(tricyclic antidepressants，TCAs)和选择性5-羟色胺再摄取抑制剂(selective serotonin reuptake inhibitors, SSRIs)为主[2-3]，但是由于其发病机制尚不完全清楚，药物治疗需要4周才能起效并且仅50%有效[4]。PSD和重度抑郁症(major depression disorder, MDD)患者存在一定相似性，症状上都表现为心境低落、情绪不稳、兴趣缺失等，5-羟色胺、多巴胺和去甲肾上腺素减少都是二者重要病理改变[5-7]，但是缺乏同时针对PSD和MDD两种动物模型探索两者脑组织病变特征的研究。探究PSD和MDD共同的致病机制有助于研究不同情景下抑郁症发病的共性改变，深入了解抑郁症的发病原因，为寻找潜在的治疗靶点提供依据。
内侧前额叶皮层(medial prefrontal cortex, mPFC)是抑郁症研究的核心脑区之一，前期研究提示α-氨基-3-羟基-5-甲基-4-异唑丙酸受体(α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isohmzopropionic acid receptor，AMPAR)、N-甲基-D-天门冬氨酸受体(N-methyl-D-aspartate receptor，NMDAR)和前额叶、扣带皮层在内的额边缘回路与mPFC和抑郁症的发生潜在相关[8-10]。本研究建立PSD小鼠模型[11]和慢性社会挫败应激(chronic social defeat depression，CSDS)小鼠模型[12]模拟PSD和MDD，通过神经递质靶向代谢组学分析各组小鼠mPFC脑区的神经递质及氨基酸等代谢物变化，并探索外源性补充关键代谢物谷胱甘肽(glutathione, GSH)是否可以改善小鼠抑郁样行为，为进一步阐明抑郁症的发病机制及开发治疗方法提供新的见解。
1 材料与方法 1.1 实验动物本研究采用的实验动物有：8~10周龄雄性C57BL/6J小鼠，体质量22~25 g；3~6月龄雄性CD-1小鼠，体质量45~55 g，均购自重庆莱比特科技公司。所有小鼠在(22±2)℃室温、充足饮食、12 h/12 h光照/黑暗条件下饲养于陆军军医大学第二附属医院SPF级动物房。将实验小鼠逐一编号，然后使用随机数字表法将小鼠随机分为3组，分别为无处理对照(SHAM) 组、PSD组和CSDS组，每组20只雄性C57BL/6J小鼠(8~10周)，所有动物实验操作遵循《动物实验法》和《陆军军医大学医学动物福利伦理审查指南要求》。
1.2 试剂与仪器本研究采用的试剂与仪器有：内皮素(endothelin-1，ET-1，英国Abcam公司)，GSH(北京索莱宝公司)，GSH/GSSG试剂盒(中国碧云天生物技术有限公司)，丙二醛(malondialdehyde，MDA)试剂盒(中国碧云天生物技术有限公司)，兔抗谷胱甘肽过氧化物酶4(glutathione peroxidase 4，GPX4)抗体(英国Abcam公司)，小鼠抗GFAP抗体(英国Abcam公司)，山羊抗CD31抗体(英国Abcam公司)，小鼠抗MAP2抗体(英国Abcam公司)，山羊抗兔二抗(美国Invitrogen公司)，驴抗山羊二抗(美国Invitrogen公司)，驴抗兔二抗(美国Invitrogen公司)，驴抗小鼠二抗(美国Invitrogen公司)；ACQUITY Premier超高效液相色谱仪(美国Waters公司)，冰冻切片机(德国Leica公司)，共聚焦显微镜(日本Olympus公司)。
1.3 动物模型建立及给药方式 1.3.1 PSD小鼠模型的建立采用左侧mPFC注射ET-1的方法，用异氟烷麻醉小鼠后将小鼠剪去头皮毛发并置于立体定位装置固定，用眼科剪剪开头皮后完全暴露颅顶，根据Bregma点和Lambda点调平颅骨平面。颅骨钻磨除颅骨并暴露脑膜，利用玻璃电极吸取ET-1溶液(2 μg/μL)，定位mPFC脑区前囟位点1：前囟前2.0 mm，中缝左0.5 mm，颅骨下深度2.4 mm；前囟位点2：前囟前1.5 mm，中缝左0.5 mm，颅骨下深度2.6 mm；均左侧注射。按照100 nL/min的速度将1 μL ET-1溶液注射至左侧mPFC脑区，注射完毕后停针10 min再缓慢退针，缝合完毕后涂抹红霉素眼膏防止感染，所有操作将小鼠放在电热毯上保持体温直至苏醒，恢复2周后对小鼠进行行为学测试。
1.3.2 CSDS小鼠模型的建立首先选取具有攻击倾向的CD-1小鼠，即在正式实验前将非造模C57BL/6J小鼠放入CD-1小鼠笼中3 d，若CD-1小鼠同时满足以下条件：第1次攻击C57BL/6J小鼠在60 s内、攻击5次以上并且每次攻击行为超过5 s，则将其选做攻击小鼠。正式实验将CD-1攻击小鼠和造模C57BL/6J小鼠饲养在同一鼠笼中10 d，2只小鼠之间用透明隔板隔开，每天将C57BL/6J小鼠放入CD-1小鼠侧接触5 min，随后将C57BL/6J小鼠放回透明隔板另一侧保持感官刺激，10 d后对C57BL/6J小鼠进行行为学检测。
1.3.3 给药方式将GSH用生理盐水溶解为25 mg/mL的溶液, 实验组对PSD和CSDS小鼠按照100 mg/(kg·d) 的剂量腹腔注射1周，对照组对PSD和CSDS小鼠每日腹腔注射同剂量生理盐水(Vehicle)。
1.4 行为学检测 1.4.1 旷场实验在安静的环境中将小鼠放置于旷场箱底中心(箱高30 cm，底边长50 cm，宽50 cm，底面平均分64个方格)，同时进行摄像和计时，观察时长为5 min。观察指标为：总路程、平均速度、进入中央区时间、进入周边区域时间、潜伏期、静止时间、总时间等，最后用Super动物行为学软件进行数据分析。
1.4.2 高架十字实验在安静的环境中将小鼠放入高架十字迷宫中央格，记录小鼠5 min内的活动情况。观察指标为：总路程、进入开放臂次数、开放臂停留时间、闭合臂进入次数、闭合臂停留时间、总时间等。最后用Super动物行为学软件进行数据分析。
1.4.3 悬尾实验将小鼠尾部距末端2 cm处用夹子固定，倒悬于20 cm×25 cm×25 cm的箱内，小鼠头距箱底部约5 cm。悬挂时间为6 min，前2 min作适应期, 观察后4 min小鼠静止不动时间。每天固定时间内进行实验。然后进行数据统计，比较不同组之间的差异。
1.4.4 糖水偏好实验糖水偏好实验是衡量抑郁小鼠快感缺失的有效指标。将小鼠单独饲养，适应期在鼠笼放2瓶1%蔗糖水24 h，之后将其中1瓶换成纯水放置24 h，适应结束后对小鼠进行水和食物剥夺24 h，最后进行测试，把小鼠放置在有1瓶100 mL 1%蔗糖水和1瓶100 mL纯水的笼子中，期间随机调换水瓶位置避免位置偏好，24 h后记录小鼠对糖水的消耗。糖水消耗计算公式：(糖水消耗量/液体总摄入量)×100%。
1.5 样品收集及神经递质靶向代谢组测序将3组小鼠用异氟烷麻醉后，经心脏灌注PBS 50 mL，取脑组织后剥离左侧mPFC脑区。每组取9只小鼠，由于单只小鼠mPFC质量太小达不到检测要求，遂每3只小鼠的mPFC混合一起上样进行靶向代谢组检测。代谢物检测使用ACQUITY Premier (Waters), 超高效液相色谱仪，通过Waters ACQUITY UPLC HSS T3 (100 mm×2.1 mm，1.8 μm)液相色谱柱对目标化合物进行色谱分离。液相色谱A相为0.1%甲酸与1 mmol/L醋酸铵水溶液，B相为乙腈。柱温箱温度为40 ℃，样品盘设为10 ℃，进样体积为2 μL，以多反应监测模式进行质谱分析。目标化合物数据分析定性定量工作均通过SCIEX Analyst Work Station Software(Version 1.6.3)和DATA DRIVEN FLOW (Version 1.0.1) 完成。
1.6 潜在差异代谢物的选择以及通路富集分析对代谢物检测结果进行主成分分析(principle component analysis，PCA)分析以及相关性分析比较组间差异，定量分析筛选差异代谢物，其中P＜0.05为满足条件的差异代谢物，运用京都基因与基因组百科全书(Kyoto encyclopedia of genes and genomes，KEGG)数据库对差异代谢物进行代谢通路富集。
1.7 GSH/GSSG、MDA检测根据碧云天GSH/GSSG和MDA检测试剂盒说明书，提取PSD、CSDS及SHAM组小鼠脑组织mPFC样本，制备组织匀浆，通过比色法测定GSH/GSSG和MDA的浓度。
1.8 GPX4免疫荧光染色及半定量分析新鲜脑组织取材后制作冰冻切片，厚度30 μm，用PBS洗涤切片，5%山羊血清加0.3% Triton×100在室温下封闭1 h。一抗(兔抗GPX4，Abcam, 1 ∶200)在4 ℃下孵育过夜，于第2天用PBS洗涤切片，二抗(山羊抗兔, Invitrogen，1 ∶1 000)在室温下避光孵育1 h，DAPI染核10 min，PBS再次洗涤后封片并利用共聚焦显微镜观察获得荧光图像。每只小鼠mPFC脑区随机选取3~5个区域进行观察，利用Image J软件插件中的Cell Counter对GPX4和DAPI阳性细胞进行计数，DAPI数目视为该区域细胞总数，GPX4数目/DAPI数目为该区域GPX4阳性细胞比例，对每只小鼠3~5个随机区域分析结果取平均值作为该小鼠mPFC脑区GPX4阳性细胞比例。
1.9 统计学分析运用GraphPad Prism 8进行统计分析，计数资料用 x±s表示，对数据进行正态分布和方差齐性检验，利用单因素方差分析评估组间差异，若方差不齐则使用非参数检验，P＜0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 内侧前额叶皮层注射ET-1具有与CSDS相同的引发小鼠抑郁行为的效果造模(图 1A、B)后对小鼠进行行为学测试，旷场实验及高架十字实验评价小鼠焦虑水平、糖水偏好实验检测小鼠快感缺乏情况、悬尾实验检测小鼠绝望行为。结果显示：与SHAM组比较，PSD、CSDS小鼠在旷场中央区时间、高架十字开臂时间显著下降(P＜0.001，图 1C、D)，糖水偏好比例显著下降(P＜0.001，图 1E)，悬尾静止不动时间显著增加(P＜0.001，图 1F)。上述结果表明，局部梗死内侧前额叶皮层和CSDS都会引发小鼠焦虑抑郁样行为。
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a: P＜0.001 A：PSD造模示意图；B：CSDS造模示意图；C：旷场实验中央区停留时间；D：高架十字开臂停留时间；E：糖水偏好实验；F：悬尾实验 图 1 PSD和CSDS组小鼠抑郁样行为表现测试结果 (n=8，x±s) |
2.2 PSD和CSDS小鼠mPFC脑区神经递质、氨基酸等代谢物表达呈现下降趋势
为明确PSD和CSDS小鼠脑组织代谢物变化，对3组小鼠取mPFC进行神经递质靶向代谢组学测序。PCA结果显示：PSD和CSDS组相对SHAM组整体代谢物水平表现出明显差异(图 2A)。热图结果显示：去甲肾上腺素(norepinephrine，NE)、GSH、亚精胺(spermidine，Spd)等多种代谢物表达在两种抑郁小鼠模型中呈现下降趋势(图 2B)。相关性分析显示如图示从肾上腺素(epinephrine, E)、γ-氨基丁酸(γ-amino-butyric acid, GABA)、GSH至3, 4-二羟基苯乙酸(3, 4-Dihydroxyphenylacetic acid, DOPAC)等代谢物的相关性逐渐减弱(图 2C)。上述结果表明：PSD和CSDS小鼠在神经递质、氨基酸等代谢物水平上与对照小鼠具有明显差别，并且主要表现为降低趋势。
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| A：神经递质靶向代谢组测序PCA分析(n=3)；B：代谢物表达热图分析；C：代谢物表达相关性分析 图 2 PSD和CSDS抑郁小鼠mPFC代谢组测序结果 |
2.3 谷胱甘肽、L-天冬酰胺和L-赖氨酸在PSD和CSDS小鼠mPFC中均明显降低
为了探索单个代谢物变化情况，对代谢组测序结果进行雷达图分析和组间差异分析。雷达图结果显示：GSH、L-天冬酰胺(Asn)、NE、L-赖氨酸(Lys)、L-丝氨酸(serine，Ser)、Spd、精胺(spermine，Spm)和L-缬氨酸(L-valine，Val)是变化最明显的8种代谢物(P＜0.05，图 3A)。
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a: P＜0.05 A：前8种显著性差异代谢物雷达图；B：PSD组和CSDS组均降低的3种代谢物；C：PSD组或CSDS组中特异性降低的代谢物 图 3 3组小鼠组间差异分析显著性差异代谢物筛选结果 (n=3，x±s) |
组间差异分析结果显示：GSH、Asn和Lys 3种代谢物在PSD组和CSDS组均明显降低(P＜0.05，图 3B)；鸟氨酸(ornithine, Orn)、Ser、Spd、Spm、苏氨酸(threonine，Thr)、NE 6种代谢物在PSD中特异性降低，L-丙氨酸(L-alanine，Ala)、甘氨酸(glycine，Gly)、Val、L-谷氨酰胺(L-glutamine，Gln)4种代谢物在CSDS中特异性降低(P＜0.05，图 3C)。结果表明，PSD和CSDS小鼠mPFC代谢物改变的相似之处在于GSH、Asn和Lys的表达明显降低，可能是抑郁症治疗的潜在靶点。
2.4 还原型GSH是PSD和CSDS小鼠mPFC脑区关键代谢物为探索两种抑郁模型代谢通路的变化情况，对差异代谢物进行通路富集分析。PSD组主要富集在谷胱甘肽代谢、β-氨基酸代谢通路(图 4A)，CSDS组主要富集在谷胱甘肽代谢、丙氨酸、天冬氨酸和谷氨酸代谢通路(图 4B)，两种模型筛选出的差异代谢物均表现出谷胱甘肽代谢通路的高度富集。利用GSH/GSSG试剂盒对各组小鼠mPFC脑区的还原型和氧化型GSH进行检测，结果显示：PSD和CSDS均表现出还原型GSH明显减少(P＜0.05，图 4C~E)，提示还原型GSH缺失是抑郁症的潜在致病因素。
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| A：PSD组差异代谢物通路富集分析；B：CSDS组差异代谢物通路富集分析 C：各组小鼠mPFC脑区GSH检测；D：各组小鼠mPFC脑区GSSG检测；E：各组小鼠mPFC脑区GSH/GSSG比例 a: P＜0.05，b: P＜0.01，c: P＜0.001 图 4 PSD和CSDS小鼠mPFC还原型谷胱甘肽检测结果 (n=4，x±s) |
2.5 PSD和CSDS小鼠mPFC脑区GSH减少诱发细胞铁死亡
GSH在细胞中的1个重要功能是清除过氧化物抑制铁死亡，采用MDA试剂盒和GPX4免疫荧光染色对小鼠mPFC铁死亡指标进行检测。结果显示：对照组比较，PSD和CSDS小鼠GPX4阳性细胞比例减少约20百分点(P＜0.01，图 5A、B)，MDA含量与对照组比较增加约1倍(P＜0.01，图 5C)，提示PSD和CSDS小鼠mPFC脑区发生了细胞铁死亡。
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a: P＜0.01 A：mPFC脑区GPX4免疫荧光染色；B：GPX4阳性细胞比例；C：mPFC脑区MDA检测 图 5 PSD和CSDS小鼠mPFC细胞铁死亡增加 (n=3，x±s) |
为明确PSD和CSDS小鼠mPFC什么类型的细胞发生了铁死亡，将GPX4分别和GFAP(星形胶质细胞标记物)、CD31(内皮细胞标记物)和MAP2(神经元标记物)进行免疫荧光双标染色。结果显示：与SHAM组比较，PSD组和CSDS组小鼠mPFC脑区GPX4阳性星形胶质细胞、GPX4阳性内皮细胞和GPX4阳性神经元细胞比例均明显减少(P＜0.05，图 6)，表明相应细胞在造模后抑制铁死亡的能力减弱。其中星形胶质细胞在造模前GPX4阳性率最高50%~60%，并且在PSD和CSDS小鼠中GPX4阳性星形胶质细胞比例下降幅度最大，提示星形胶质细胞可能是在PSD和CSDS小鼠mPFC发生铁死亡的主要细胞类型。
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| A：mPFC脑区GPX4分别和GFAP、CD31和MAP2免疫荧光双标染色 白色箭头：示GPX4分别与GFAP、CD31和MAP2共标细胞；B：GPX4阳性星形胶质细胞、GPX4阳性内皮细胞和GPX4阳性神经元细胞比例 a: P＜0.05，b: P＜0.01, c: P＜0.001 图 6 PSD和CSDS小鼠mPFC脑区星形胶质细胞、内皮细胞和神经元铁死亡检测结果 (n=3，x±s) |
2.6 外源性补充GSH可改善PSD和CSDS小鼠抑郁样行为
为探索GSH是否可以作为抑郁症治疗靶点，本研究对PSD和CSDS小鼠进行为期7 d的GSH治疗实验。结果显示：与注射等剂量生理盐水比较，补充GSH能够显著增加PSD和CSDS小鼠高架实验开臂时间和旷场实验中央区时间(P＜0.05，图 7A~D)，并且降低悬尾实验静止不动时间(P＜0.05，图 7E、F)。表明补充GSH能够有效改善PSD和CSDS小鼠抑郁样行为。
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a: P＜0.05 A、B：PSD和CSDS小鼠腹腔注射GSH或生理盐水后高架十字开臂时间变化；C、D：PSD和CSDS小鼠腹腔注射GSH或生理盐水后旷场实验中央区停留时间变化；E、F：PSD和CSDS小鼠腹腔注射GSH或生理盐水后悬尾实验静止不动时间变化 图 7 外源性补充GHS可改善PSD和CSDS小鼠焦虑抑郁样行为表现 (n=8，x±s) |
3 讨论
抑郁症的发病机制存在多种假说，包括单胺假说、下丘脑-垂体-肾上腺轴假说、炎症假说、神经可塑性假说、大脑结构和功能改变假说、基因和环境假说等[6, 13]，并且已经发现前额叶、海马、杏仁核和伏隔核等参与的神经环路在抑郁症发病中起到了重要作用[14]。mPFC也是关键核团之一，该核团处理来自皮层及皮层下区域远程信息的输入，处理后投射到几乎所有感觉皮层、运动皮层以及皮层下区域，具有掌控行为、调节认知和情绪等重要作用[15]。本研究采用mPFC注射ET-1造成局部梗死的小鼠模型来模拟PSD，该模型具有制作简便成功率高的特点，并采用CSDS小鼠模拟MDD。行为学结果显示，两种模型小鼠均具有抑郁样行为表现，利用两种抑郁小鼠模型研究PSD与MDD的共性改变，更加深入探索抑郁症的治疗靶点。
脑组织代谢物可以反映大脑的生理状态，神经递质、脂质、炎症因子等代谢物都对抑郁症的发生具有重要影响[16-17]。现有研究对于各种代谢物在抑郁症中的具体变化尚无统一认识，受到不同疾病状态以及样本的影响，代谢物表达水平可能在不同研究中呈现相反表现[18]。本研究通过对两种抑郁模型小鼠和对照小鼠的关键脑区mPFC进行神经递质靶向代谢组测序，获得了38种神经递质及氨基酸等代谢物的表达情况，发现13种代谢物在PSD组和CSDS组中表现出明显下降，显著差异代谢物中包括NE这种抑郁症研究的经典神经递质，也包含GSH和Gly等在细胞活动中起到重要作用的氨基酸。通路富集分析发现PSD和CSDS 2组差异代谢物均在谷胱甘肽代谢途径显著富集，进一步检测结果显示PSD和CSDS小鼠都存在还原型谷胱甘肽明显减少的表型，提示GSH代谢异常在抑郁发病中起到了重要作用，针对谷胱甘肽减少这个共性改变研究可能有助于解析抑郁症基本的致病原因。
GSH在体内分布广泛，具有抗氧化、清除氧自由基[19]和维持免疫系统[20]等重要作用。近几年来GSH清除胞内过氧化物、抑制铁死亡的作用越来越受到重视，细胞铁死亡是由GSH耗竭，谷胱甘肽过氧化物酶4(GPX4)活性下降，脂质氧化物不能通过GPX4催化的反应代谢清除，活性氧堆积而引发[21]。本研究发现PSD和CSDS小鼠mPFC脑区GSH显著减少，提示抑郁症的发生可能和mPFC脑区的细胞氧化应激、铁死亡有关。前期研究发现抗抑郁药物可通过抑制铁死亡改善小鼠抑郁样行为，DANG等[22]的研究发现依达拉奉可以通过Sirt1/Nrf2/HO-1/Gpx4轴缓解CSDS小鼠抑郁样行为表现，YANG等[23]研究发现地黄阴子可以通过P53/SLC7A11/GPX4途径抑制PSD大鼠额叶细胞铁死亡。本研究对铁死亡标记物MDA和GPX4进行检测，结果显示, 与对照组比较PSD和CSDS小鼠mPFC脑区存在明显的铁死亡发生，提示两种抑郁模型小鼠关键脑区均存在GSH减少诱发的细胞铁死亡增加，并且发现星形胶质细胞可能是发生铁死亡的主要细胞类型，这可能与星形胶质细胞承担大脑物质代谢的功能相关，PSD和CSDS小鼠GSH减少引发的铁死亡对星形胶质细胞产生了重要影响，同时，也不排除其他细胞发生铁死亡的可能，如小胶质细胞、周细胞、少突胶质细胞等，需要后续实验进一步验证。本研究结果提示通过外源性补充GSH可以改善PSD和CSDS小鼠抑郁样行为，为以GSH为靶点治疗抑郁症提供了理论基础。
综上所述，本研究利用代谢组学解析PSD和CSDS小鼠mPFC脑区的代谢物改变，发现GSH代谢异常在抑郁症发生中起到了关键作用，为寻找抑郁症治疗靶点提供了理论依据。但本研究存在一定的局限性：需要扩大样本量来增加实验结果的可靠性；本研究结果显示GSH减少引发的细胞铁死亡在抑郁症的发生中起到了重要作用，但是GSH减少的原因还需要进一步实验探索。在未来的研究中，我们将进一步解析PSD以及MDD之间的异同点，并且深入探索GSH减少引起的大脑细胞与功能变化，为后续深入研究抑郁症病因及寻找治疗靶点打下基础。
| [1] |
VILLA R F, FERRARI F, MORETTI A. Post-stroke depression: mechanisms and pharmacological treatment[J]. Pharmacol Ther, 2018, 184: 131-144. DOI:10.1016/j.pharmthera.2017.11.005 |
| [2] |
HACKETT M L, ANDERSON C S, HOUSE A O. Interventions for treating depression after stroke[M]. Cochrane Database Syst Rev, 2004: CD003437. DOI:10.1002/14651858.CD003437.pub2
|
| [3] |
黄术兵, 曲秀霞. 慢性瘙痒、慢性疼痛和抑郁症关系的思考[J]. 空军军医大学学报, 2022, 43(4): 518-521, 526. HUANG S B, QU X X. Thoughts on relationships between chronic pruritus, chronic pain and depression[J]. J Air Force Med Univ, 2022, 43(4): 518-521, 526. DOI:10.13276/j.issn.2097-1656.2022.04.030 |
| [4] |
TRIVEDI M H, RUSH A J, WISNIEWSKI S R, et al. Evaluation of outcomes with citalopram for depression using measurement-based care in STAR*D: implications for clinical practice[J]. Am J Psychiatry, 2006, 163(1): 28-40. DOI:10.1176/appi.ajp.163.1.28 |
| [5] |
MARX W, PENNINX B W J H, SOLMI M, et al. Major depressive disorder[J]. Nat Rev Dis Primers, 2023, 9: 44. DOI:10.1038/s41572-023-00454-1 |
| [6] |
MALHI G S, MANN J J. Depression[J]. Lancet, 2018, 392(10161): 2299-2312. DOI:10.1016/s0140-6736(18)31948-2 |
| [7] |
DAS J, RAJANIKANT G K. Post stroke depression: the sequelae of cerebral stroke[J]. Neurosci Biobehav Rev, 2018, 90: 104-114. DOI:10.1016/j.neubiorev.2018.04.005 |
| [8] |
SEO J S, WEI J, QIN L, et al. Cellular and molecular basis for stress-induced depression[J]. Mol Psychiatry, 2017, 22(10): 1440-1447. DOI:10.1038/mp.2016.118 |
| [9] |
CLARKE R E, VOIGT K, REICHENBACH A, et al. Identification of a stress-sensitive anorexigenic neurocircuit from medial prefrontal cortex to lateral hypothalamus[J]. Biol Psychiatry, 2023, 93(4): 309-321. DOI:10.1016/j.biopsych.2022.08.022 |
| [10] |
LIN S, HUANG L, LUO Z C, et al. The ATP level in the medial prefrontal cortex regulates depressive-like behavior via the medial prefrontal cortex-lateral habenula pathway[J]. Biol Psychiatry, 2022, 92(3): 179-192. DOI:10.1016/j.biopsych.2022.02.014 |
| [11] |
VAHID-ANSARI F, LAGACE D C, ALBERT P R. Persistent post-stroke depression in mice following unilateral medial prefrontal cortical stroke[J]. Transl Psychiatry, 2016, 6(8): e863. DOI:10.1038/tp.2016.124 |
| [12] |
GOLDEN S A, COVINGTON H E 3rd, BERTON O, et al. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice[J]. Nat Protoc, 2011, 6(8): 1183-1191. DOI:10.1038/nprot.2011.361 |
| [13] |
MCCARRON R M, SHAPIRO B, RAWLES J, et al. Depression[J]. Ann Intern Med, 2021, 174(5): ITC65-ITC80. DOI:10.7326/ALTC202105180 |
| [14] |
SPELLMAN T, LISTON C. Toward circuit mechanisms of pathophysiology in depression[J]. Am J Psychiatry, 2020, 177(5): 381-390. DOI:10.1176/appi.ajp.2020.20030280 |
| [15] |
SUN Q T, LI X N, REN M, et al. A whole-brain map of long-range inputs to GABAergic interneurons in the mouse medial prefrontal cortex[J]. Nut Neurosci, 2019, 22(8): 1357-1370. DOI:10.1038/s41593-019-0429-9 |
| [16] |
MONROE S M, HARKNESS K L. Major depression and its recurrences: life course matters[J]. Annu Rev Clin Psychol, 2022, 18: 329-357. DOI:10.1146/annurev-clinpsy-072220-021440 |
| [17] |
DELL'OSSO L, CARMASSI C, MUCCI F, et al. Depression, serotonin and tryptophan[J]. Curr Pharm Des, 2016, 22(8): 949-954. DOI:10.2174/1381612822666151214104826 |
| [18] |
GOLD P W, CHROUSOS G P. Organization of the stress system and its dysregulation in melancholic and atypical depression: high vs low CRH/NE states[J]. Mol Psychiatry, 2002, 7(3): 254-275. DOI:10.1038/sj.mp.4001032 |
| [19] |
MAILLOUX R J, TREBERG J R. Protein S-glutathionlyation links energy metabolism to redox signaling in mitochondria[J]. Redox Biol, 2016, 8: 110-118. DOI:10.1016/j.redox.2015.12.010 |
| [20] |
MMRI J, KOPF M. Redox regulation of immunometabolism.[J]. Nat Rev Immunol, 2021, 21(6): 363-381. DOI:10.1038/s41577-020-00478-8 |
| [21] |
LEI G, ZHUANG L, GAN B Y. Targeting ferroptosis as a vulnerability in cancer[J]. Nat Rev Cancer, 2022, 22(7): 381-396. DOI:10.1038/s41568-022-00459-0 |
| [22] |
DANG R Z, WANG M Y, LI X H, et al. Edaravone ameliorates depressive and anxiety-like behaviors via Sirt1/Nrf2/HO-1/Gpx4 pathway[J]. J Neuroinflammation, 2022, 19(1): 41. DOI:10.1186/s12974-022-02400-6 |
| [23] |
YANG Z, JIANG Y X, XIAO Y, et al. Di-Huang-Yin-Zi regulates P53/SLC7A11 signaling pathway to improve the mechanism of post-stroke depression[J]. J Ethnopharmacol, 2024, 319(Pt 2): 117226. DOI:10.1016/j.jep.2023.117226 |
