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Fra-1在氮芥皮肤损伤愈合中的表达及意义
叶枫, 赵远鹏, 程晋, 陈明亮, 但国蓉, 邹仲敏     
400038 重庆,陆军军医大学(第三军医大学)军事预防医学系毒理学研究所
[摘要] 目的 研究Fra-1在氮芥暴露鼠皮肤损伤修复进程中的表达及意义。方法 建立氮芥损伤无毛小鼠皮肤模型,分别在1、3、7 d和14 d搜集皮肤样本,HE染色观察皮肤损伤修复的过程。蛋白印迹检测皮肤损伤各时间点Fra-1的动态变化,免疫组化检测Fra-1在皮肤中的表达定位。同时,体外实验采用siRNA转染角质形成细胞沉默Fra-1后,检测其对细胞迁移及氮芥诱导的炎症因子释放的影响。结果 HE染色结果显示,氮芥损伤1 d后创缘处表皮结构紊乱,至7 d逐渐分化增厚。损伤后14 d,创缘处表皮细胞增多,且向损伤中心移行参与修复。组织蛋白印迹和免疫组化结果显示,损伤后3 d和14 d,Fra-1含量在表皮基底层中增加,且14 d时呈紧密分布。体外实验结果显示,20 μmol/L氮芥染毒10 h能显著降低细胞活性至80%(P < 0.01);该剂量下细胞炎性因子IL-6在24 h,IL-1β在10 h/24 h均有增加。Fra-1 siRNA能有效沉默胞内Fra-1水平,同时抑制氮芥引起的IL-6表达,但对IL-1β的表达无显著影响。此外,Fra-1 siRNA对10 ng/mL EGF引起的细胞Fra-1蛋白增加和迁移水平加快均有明显的抑制作用(P < 0.01)。结论 Fra-1可通过调控角质形成细胞炎性因子合成和迁移,参与氮芥诱导的皮肤损伤修复过程。
[关键词] 氮芥     Fra-1     角质形成细胞     迁移     炎性    
Expression and significance of Fra-1 in healing of nitrogen mustard-induced skin wound in mice
YE Feng , ZHAO Yuanpeng , CHENG Jin , CHEN Mingliang , DAN Guorong , ZOU Zhongmin     
Institute of Toxicology, Faculty of Military Preventive Medicine, Army Medical University (Third Military Medical University), Chongqing, 400038, China
Supported by the National Natural Science Foundation for Young Scientists of China (81502711)
Corresponding author: ZOU Zhongmin, E-mail: zmzou@tmmu.edu.cn
[Abstract] Objective To investigate the expression and significance of Fra-1 in the healing process of nitrogen mustard (NM)-induced skin wound in mice. Methods a mouse model of NM-induced skin injury was established. At 1, 3, 7 and 14 d after NM exposure, skin wound tissues were sampled to evaluate wound healing using HE staining. Western blotting was used to detect the dynamic changes of Fra-1 expression in the skin wound tissues, and immunohistochemistry was employed to characterize the distribution of Fra-1 in the tissues. In a HaCaT keratinocyte cell line, we tested the effect of Fra-1 knockdown by siRNA transfection on cell migration and NM-induced release of inflammatory factors. Results HE staining showed that degeneration and necrosis of the skin occurred at the center of the wound 1 d after NM exposure; at 7 d after the exposure, obvious damage of the epidermis structure was observed at the wound margins with gradual differentiation and thickening of the epidermis. At 14 days after NM exposure, epidermal cells increased at the wound margin and migrated to the center of the lesion to participate in wound healing. Western blotting and immunohistochemistry revealed significantly increased Fra-1 expression in the basal layer of the epidermis at 3 and 14 d after NM exposure, and showed a dense distribution of Fra-1 expression at 14 d. In cultured HaCaT cells, exposure to 20 μmol/L NM for 10 h significantly reduced the cell viability to 80% (P < 0.01); at this same dose, NM significantly increased IL-6 expression at 24 h and IL-1β expression at 10 and 24 h. Transfection of the cells with Fra-1 siRNA significantly inhibited NM-induced increase of IL-6 expression but did not significantly affect IL-1β expression. Treatment with 10 ng/mL epidermal growth factor markedly increased Fra-1 expression in HaCaT cells and accelerated the cell migration, and such effects were obviously suppressed by transfection of the cells with Fra-1 siRNA (P < 0.01). Conclusions Fra-1 participates in the healing of NM-induced skin wound possibly by regulating keratinocyte migration and inflammatory responses.
[Key words] nitrogen mustard     Fra-1     keratinocytes     migration     inflammation    

氮芥(nitrogen mustard, NM)属于经典化学战剂中糜烂性毒剂,有重要的军事意义。皮肤是氮芥损伤的主要靶器官,其病理过程与烧伤类似,属于难愈性创面。氮芥诱导的皮肤损伤机制复杂,尚无特效治疗药物[1]。Fra-1基因为Fos家族(c-Fos、Fos-B、Fra-1和Fra-2)一员,在人正常皮肤表达较低[2]。Fra-1与ERK1/2及AP-1信号通路关系密切[3-4],而后者与皮肤的增殖、迁移、炎性反应等有关[4-6]。新近研究表明,ERK1/2及AP-1信号通路在氮芥染毒鼠皮肤后有改变[6],提示Fra-1可能也参与了相关作用。然而,针对Fra-1在氮芥皮肤损伤中的研究国内外报道甚少。本研究通过建立氮芥诱导皮肤损伤的体内外模型,围绕Fra-1的表达、定位及其对细胞迁移、炎性因子合成的影响,初步揭示了Fra-1的变化在其中发挥的作用。

1 材料与方法 1.1 无毛小鼠氮芥皮肤损伤模型构建

氮芥盐酸盐(mechlorethamine hydrochloride)购自上海笛柏化学(分析纯,纯度>98%)。无毛小鼠SKH购自上海公共卫生中心并按标准饲养。选择12只7~9周龄健康雄性小鼠分为4组用于实验,体质量23~27 g。氮芥配置过程需保持低温,现用现配。实验过程需在良好的通风橱中操作,佩戴手套、呼吸和眼保护装置。新鲜配置1%戊巴比妥钠水溶液麻醉剂,小鼠按8 mL/kg剂量腹腔注射。待小鼠麻醉后,用PBS稀释氮芥配置成浓度2.0%,吸取20 μL均匀涂抹在背部上1/3中点处预先划定的8 mm直径的圆形区域。皮肤染毒后,小鼠于通风橱静置4 h以让皮肤充分吸收和毒剂挥发,之后将其放回动物房单笼饲养。剩余的毒物及接触物品均浸泡在10%氯胺T的醇水溶液中消毒处理。

1.2 HE染色与免疫组化

在氮芥损伤鼠1、3、7、14 d时,对损伤部位取材。取材范围包括损伤区域及周边皮肤(不超过0.5 cm)。取材样本经常规固定、浸蜡、包埋方法制备蜡块。用于HE染色和免疫组化的切片厚度均为5 μm。免疫组化采用博士德的SABC试剂盒,并严格按照产品说明书进行操作。兔抗鼠Fra-1一抗为ABclonal公司产品(编号:A5372),工作时1 :100稀释,过夜孵育。二抗为生物素标记的羊抗兔抗体。镜下控制DAB显色时间,待显色合适后,水洗-脱水-透明-封片,进行观察分析。

1.3 siRNA转染角质形成细胞

永生化角质形成细胞株(HaCaT)本室保存。角质形成细胞常规培养于含5%胎牛血清(康源,天津)的RIPM培养基(HyClone,USA),于CO2培养箱37 ℃培养。培养基中添加青-链霉素双抗,终浓度为100 U。角质形成细胞长满后传代至24孔板,培养24 h至细胞达到30%~50%融合度,采用siRNA Transfection试剂盒(锐博,广州)转染Fra-1 siRNA及其对照(上海吉玛)。siRNA终浓度为每孔30 nmol/L。Fra-1 siRNA序列:5′-CACCATGAGTGGCAGTCAG-3′。

1.4 染毒细胞模型建立及评价

待HaCaT细胞于80%~90%融合度时进行染毒操作。采用无血清培养基新鲜配置10 mmol/L氮芥储备液,置于冰上备用。染毒前,将储备液用完全培养基稀释至工作浓度,并迅速加入培养板中。细胞染毒1 h后去除含氮芥的培养基,换成无毒剂的新鲜培养基。

细胞活性实验中,角质形成细胞接种至96孔板至第2天90%以上密度时氮芥染毒,10 h后取出按照说明书向每孔中加入10 μL的MTS溶液(Promega, USA)并混匀,放回培养箱继续培养20 min后取出,在酶标仪上以490 nm读取各孔内数值。以正常组作为对照计算其他染毒组的细胞相对活性。

1.5 细胞迁移实验

Transwell小室(Corning,USA)预先用鼠尾胶原包被,其后放置在含500 μL完全培养基的24孔板中待用。siRNA转染角质形成细胞后24~48 h使用。待各组角质形成细胞长至70%~80%融合度时,改用1%血清饥饿处理24 h以抑制细胞生长。胰酶消化细胞并用PBS充分洗涤,其后换含0.2% BSA的RIMP培养基重悬。EGF处理组此刻加入表皮生长因子(EGF,PeproTech),使其终浓度为10 ng/mL。调整细胞密度为106/mL,向Trasnwell小室中加入0.1 mL细胞悬液。放置CO2培养箱培养10 h后,取出Transwell小室。吸弃小室内残留液体,并使用棉头擦拭掉残留在上层的细胞。其后倒扣小室,用结晶紫染色下层膜上细胞10 min,PBS洗涤后镜下观察拍照。为进一步统计分析,将小室浸泡于500 μL 33%醋酸溶液中并不时摇晃,待结晶紫完全溶解后,于酶标仪570 nm下进行光密度D(570)值测量。扣除本底后所得数值与每孔细胞迁移的数量呈正比。计算相对细胞迁移能力。

1.6 Western blot检测

培养的细胞采用含蛋白酶抑制剂的RIPA裂解液裂解(博士德,武汉)。皮肤由于组织韧性较强,需充分粉碎以提高蛋白得率。具体方法为,将损伤皮肤(含创缘约2~3 mm)及对照皮肤小心剪下,对照皮肤采自同1只小鼠染毒附近处正常皮肤。剪下后称质量并放置于2 mL EP管内,按照1 :10的比例(质量体积比)加入含蛋白酶抑制剂的RIPA裂解液并放置于冰盒中。使用手持式电动组织匀浆机(上海净信)将探头加入管中进行高速匀浆(10 000 r/min),每操作1 min停下间隔2 min以维持样本低温,共3 min。其后4 ℃下10 000×g离心5 min,吸上清,并再次经过0.45 μm的过滤柱10 000×g离心以去除不溶物。收集滤过后的样本,并经蛋白浓度测定和变性后-80 ℃冻存备用。蛋白印迹一抗抗体:IL-1β(cell signal, USA), IL-6(博士德,武汉),Fra-1(ABclonal, USA)和β-actin(Santa cruz, USA)。蛋白印迹按照常规方法操作。

1.7 统计学分析

实验均重复3次以上。采用SPSS 13.0统计软件进行t检验和单因素方差分析。检验水准α=0.01。

2 结果 2.1 氮芥损伤皮肤愈合的病理观察

正常小鼠皮肤表皮层数少,角质形成细胞排列规则,细胞核明显且圆润(图 1A)。氮芥损伤1 d,创缘处部分表皮细胞胞核梭形变,排列欠规则(图 1B)。创面中心皮肤均质变性,表皮及真皮层固有有核细胞数均明显减少,并可见核碎片(图 1C)。损伤3 d,创缘处表皮增厚,上层细胞核淡染而基底层细胞核仍明显,提示分化加快(图 1D)。损伤7 d,创缘处表皮更加增厚,表皮细胞胞体明显增大,基底层和上层细胞核均淡染(图 1E)。损伤14 d,创缘处表皮有核细胞胞体减小,细胞排列紧密,层数增多,表皮细胞核染色深。靠近损伤一侧,细胞极化明显,有明显的迁移趋势。离迁移前缘稍远的上皮细胞可以辨认出组织学分层,基底层细胞排列整齐,细胞核垂直于真皮;棘层细胞胞体多型;颗粒层细胞扁平;角质层细胞缺少细胞核,细胞均染(图 1F)。以上结果提示,氮芥染毒中心区域受到高浓度氮芥作用而变性坏死,周边皮肤在氮芥损伤后1~2 d为应激和炎症反应期,损伤3~7 d创缘皮肤处于早期增殖阶段,7 d之后出现明显向损伤中心迁移表现,14 d时可以看到已再上皮化的创面进入皮肤塑型阶段。

A:正常皮肤;B:氮芥损伤1 d皮肤创缘;C:氮芥损伤1 d皮肤创面中心;D:氮芥损伤3 d皮肤创缘;E:氮芥损伤7 d皮肤创缘;F:氮芥损伤14 d皮肤创缘 图 1 HE染色观察氮芥染毒无毛鼠皮肤的损伤愈合过程

2.2 Fra-1在鼠皮肤氮芥损伤后的动态变化及定位

皮肤组织蛋白印迹结果显示,正常鼠皮肤中Fra-1水平较低,伤后3 d和14 d皮肤Fra-1增加,而且以伤后14 d增加最为显著(图 2)。免疫组化结果显示,正常小鼠中Fra-1水平在表皮中较低,真皮层有少量散在阳性细胞(图 3A)。伤后3 d,在创缘处表皮内可见散在的Fra-1阳性角质形成细胞(图 3B)。氮芥损伤14 d,在创缘处可见基底层内大量成簇状紧密排列的Fra-1阳性细胞,Fra-1表达阳性信号主要在细胞质。真皮层内仍可见散在Fra-1阳性细胞(图 3C)。

1:对照1 d;2:染毒1 d;3:对照3 d;4:染毒3 d;5:对照7 d;6:染毒7 d;7:对照14 d;8:染毒14 d 图 2 Western blot检测氮芥染毒皮肤及对照中Fra-1蛋白含量变化

A:正常皮肤;B:氮芥损伤3 d皮肤创缘;C:氮芥损伤14 d皮肤创缘 图 3 免疫组化检测正常及创缘处皮肤Fra-1的表达(SABC)

2.3 Fra-1参与角质形成细胞炎性因子IL-6合成

HE染色结果显示,氮芥染毒3 d表皮尚处于损伤应激和炎性反应阶段,修复刚刚启动。在体外实验中通过剂量-细胞活性研究,证实20 μmol/L以上剂量明显影响细胞活性(图 4A)。进而,采用20 μmol/L的氮芥染毒角质形成细胞,验证Fra-1的表达并观察其是否对炎性因子有调控作用。结果显示,染毒后Fra-1表达自氮芥染毒细胞后3 h就明显增加,染毒10 h和24 h上升更高。IL-1β在染毒10 h及24 h表达显著增加,IL-6在染毒后24 h表达显著增加。siRNA抑制Fra-1可以显著抑制IL-6的增加,而对IL-1β表达无明显影响(图 4B)。上述结果说明,氮芥损伤角质形成细胞可以依赖增强Fra-1的方式增强IL-6炎性因子的合成。

A:角质形成细胞经不同浓度氮芥染毒10 h后MTS检测细胞的相对活性变化(n=3);a:P < 0.01,与正常组比较;B:Western blot检测角质形成细胞中Fra-1蛋白及细胞炎性因子IL-1β和IL-6的变化;1: si-ctrl组; 2:si-Fra-1组; 3:si-ctrl(20 μmol/L氮芥3 h)组; 4:si-Fra-1(20 μmol/L氮芥3 h)组; 5: si-ctrl(20 μmol/L氮芥10 h)组; 6:si-Fra-1(20 μmol/L氮芥10 h)组; 7:si-ctrl(20 μmol/L氮芥14 h)组; 8:si-Fra-1(20 μmol/L氮芥14 h)组 图 4 Fra-1在氮芥损伤角质形成细胞后的表达及对炎性因子调控

2.4 Fra-1参与调控角质形成细胞迁移

在角质形成细胞中Fra-1是否有促进细胞迁移作用尚不清楚。Western blot检测结果显示,正常人角质形成细胞中Fra-1有表达,10 ng/mL EGF显著诱导Fra-1表达增加,Fra-1 siRNA能够有效抑制细胞内Fra-1水平(图 5A)。细胞迁移实验结果显示,Fra-1 siRNA不仅能对正常细胞,也能对EGF刺激的角质形成细胞迁移有显著抑制作用(图 5BC)。这些结果证实Fra-1参与角质形成细胞迁移的调控。

A:Western blot检测EGF处理10 h及Fra-1 siRNA对Fra-1蛋白水平影响;B:Transwell显色EGF(10 h)及Fra-1 siRNA处理后迁移角质形成细胞(结晶紫);C:酶标仪检测结晶紫染色迁移细胞相对细胞迁移能力(n=3);1:si-ctrl组,2:si-Fra-1组,3:si-ctrl(10 ng/mL EGF)组,4:si-Fra-1(10 ng/mL EGF)组;a:P < 0.01,与si-ctrl组比较;b: P < 0.01,与si-Fra-1(10 ng/mL EGF)组比较 图 5 Fra-1对角质形成细胞迁移的调控

3 讨论

本研究发现,Fra-1在正常小鼠表皮中表达较低;在氮芥损伤早期,Fra-1阳性信号出现并散在分布于创缘的表皮基底层细胞;随着再上皮化的进展,Fra-1阳性细胞簇状分布于基底层细胞,呈现出表达与损伤修复进程正相关的特点。Fra-1早期增加可能与皮肤急性损伤引起的应激反应有关,研究报道动物皮肤ERK1/2磷酸化在氮芥暴露后24 h处于激活状态[6]。Fra-1在修复期的增加可能与伤处皮肤EGF和TGF等生长因子的增加有关。Fra-1由于含有核定位信号通常位于胞核中。我们观察到Fra-1主要分布在全层表皮细胞的胞质,只在部分基底层细胞胞核聚集,这可能与细胞的增殖状态或细胞处于氧化应激状态有关。研究报道高水平的氧化应激会延长胞核染色质上磷酸化ERK1/2和磷酸化c-Fos的积累,抑制胞质中Fra-1进入胞核,同时维持了Fra-1蛋白的稳定性[7-10]

目前认为,AP-1的功能及作用方式多样,主要与参与形成的Fos/Jun的组分有关。c-Fos/AP-1二聚体被认为是主要的AP-1转录活性因子。Fra-1自身缺乏转录活性的功能域,其形成的Fra-1/AP-1二聚体的转录活性低,仅存在一些有限的基因调控功能。Fra-1主要通过与c-Fos竞争结合Jun,抑制二聚体c-Fos/AP-1的形成发挥作用[11]。既往研究表明,c-Fos/AP-1的水平在经历染毒后12 h的升高后于3 d显著降低,其后又在5 d增加[6]。本研究所得的Fra-1的变化结果也间接证明其对c-Fos/AP-1的负调控作用。此外,我们检测到Fra-1参与了氮芥染毒后角质形成细胞IL-6表达的调控,而类似的调节机制在巨噬细胞中也存在,且是以Fra-1直接结合到IL-6启动子区域发挥作用[12]。氮芥染毒早期皮肤处于应激状态,炎性水平较高,其中,IL-6是一个重要的炎性因子,参与了芥子气皮肤损伤的炎性反应[13]。此外,我们证实Fra-1有促进体外培养的角质形成细胞迁移的作用,结合氮芥染毒鼠后期(14 d)皮肤基底层细胞中广泛表达Fra-1,我们推测Fra-1也参与了氮芥皮肤损伤后的修复过程。有文献报道Fra-1可以通过抑制整合素-β1的激活保持RHO-GTP的低活性以促进迁移[14],也有报道Fra-1可以调控如CD44、MMP-1和MMP-9等迁移分子[15-16]。相关机制是否在角质细胞中存在需要后期进一步研究阐明。Fra-1的增加在氮芥皮肤损伤后可能还有其他作用,研究表明,皮肤移植后Fra-1增加可以抑制角质形成细胞VEGF的分泌,从而阻碍皮肤微环境的重建[17]。因此,Fra-1准确的时空调控在皮肤成功修复过程中有重要作用。

本研究建立了氮芥无毛鼠皮肤损伤的模型,并对Fra-1的时空变化进行了检测,发现Fra-1的表达和分布方式在氮芥表皮损伤的应急期和修复期存在差异。Fra-1促进了染毒表皮早期的IL-6合成和后期的细胞迁移修复,进一步揭示相关的调控机制,加深芥子气皮肤损伤修复作用机制的理解。

参考文献
[1] KEHE K, BALSZUWEIT F, STEINRITZ D, et al. Molecular toxicology of sulfur mustard-induced cutaneous inflammation and blistering[J]. Toxicology, 2009, 263(1): 12–19. DOI:10.1016/j.tox.2009.01.019
[2] MEHIC D, BAKIRI L, GHANNADAN M, et al. Fos and jun proteins are specifically expressed during differentiation of human keratinocytes[J]. J Invest Dermatol, 2005, 124(1): 212–220. DOI:10.1111/j.0022-202X.2004.23558.x
[3] BARROS J C, MARSHALL C J. Activation of either ERK1/2 or ERK5 MAP kinase pathways can lead to disruption of the β-actin cytoskeleton[J]. J Cell Sci, 2005, 118(Pt 8): 1663–1671. DOI:10.1242/jcs.02308
[4] ECKERT R L, ADHIKARY G, YOUNG C A, et al. AP1 transcription factors in epidermal differentiation and skin cancer[J]. J Skin Cancer, 2013, 2013: 537028. DOI:10.1155/2013/537028
[5] ROSKOSKI R JR. ERK1/2 MAP kinases: structure, function, and regulation[J]. Pharmacol Res, 2012, 66(2): 105–143. DOI:10.1016/j.phrs.2012.04.005
[6] KUMAR D, TEWARI-SINGH N, AGARWAL C, et al. Nitrogen mustard exposure of murine skin induces DNA damage, oxidative stress and activation of MAPK/Akt-AP1 pathway leading to induction of inflammatory and proteolytic mediators[J]. Toxicol Lett, 2015, 235(3): 161–171. DOI:10.1016/j.toxlet.2015.04.006
[7] CASALINO L, DE CESARE D, VERDE P. Accumulation of Fra-1 in ras-transformed cells depends on both transcriptional autoregulation and MEK-dependent posttranslational stabilization[J]. Mol Cell Biol, 2003, 23(12): 4401–4415. DOI:10.1128/mcb.23.12.4401-4415.2003
[8] BURCH P M, YUAN Z, LOONEN A, et al. An extracellular signal-regulated kinase 1- and 2-dependent program of chromatin trafficking of c-Fos and fra-1 is required for cyclin D1 expression during cell cycle reentry[J]. Mol Cell Biol, 2004, 24(11): 4696–4709. DOI:10.1128/mcb.24.11.4696-4709.2004
[9] VIAL E, MARSHALL C J. Elevated ERK-MAP kinase activity protects the FOS family member FRA-1 against proteasomal degradation in colon carcinoma cells[J]. J Cell Sci, 2003, 116(Pt 24): 4957–4963. DOI:10.1242/jcs.00812
[10] GOMARD T, JARIEL-ENCONTRE I, BASBOUS J, et al. Fos family protein degradation by the proteasome[J]. Biochem Soc Trans, 2008, 36(Pt 5): 858–863. DOI:10.1042/BST0360858
[11] KAISER A, BREMBECK F H, V MARSCHALL Z, et al. Fra-1: a novel target for retinoid action[J]. FEBS Lett, 1999, 448(1): 45–48. DOI:10.1016/s0014-5793(99)00326-9
[12] WANG Q, NI H, LAN L, et al. Fra-1 protooncogene regulates IL-6 expression in macrophages and promotes the generation of M2d macrophages[J]. Cell Res, 2010, 20(6): 701–712. DOI:10.1038/cr.2010.52
[13] SHAKARJIAN M P, HECK D E, GRAY J P, et al. Mechanisms mediating the vesicant actions of sulfur mustard after cutaneous exposure[J]. Toxicol Sci, 2010, 114(1): 5–19. DOI:10.1093/toxsci/kfp253
[14] VIAL E, SAHAI E, MARSHALL C J. ERK-MAPK signaling coordinately regulates activity of Rac1 and RhoA for tumor cell motility[J]. Cancer Cell, 2003, 4(1): 67–79. DOI:10.1016/S1535-6108(03)00162-4
[15] RAMOS-NINO M E, BLUMEN S R, PASS H, et al. Fra-1 governs cell migration via modulation of CD44 expression in human mesotheliomas[J]. Mol Cancer, 2007, 6: 81. DOI:10.1186/1476-4598-6-81
[16] RATTANASINCHAI C, LLEWELLYN B J, CONRAD S E, et al. MLK3 regulates FRA-1 and MMPs to drive invasion and transendothelial migration in triple-negative breast cancer cells[J]. Oncogenesis, 2017, 6(6): e345. DOI:10.1038/oncsis.2017.44
[17] SEITZ O, SCHVRMANN C, PFEILSCHIFTER J, et al. Identification of the Fra-1 transcription factor in healing skin flaps transplants: a potential role as a negative regulator of VEGF release from keratinocytes[J]. J Craniomaxillofac Surg, 2012, 40(4): 379–386. DOI:10.1016/j.jcms.2011.07.001
http://dx.doi.org/10.16016/j.1000-5404.201804202
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叶枫, 赵远鹏, 程晋, 陈明亮, 但国蓉, 邹仲敏.
YE Feng, ZHAO Yuanpeng, CHENG Jin, CHEN Mingliang, DAN Guorong, ZOU Zhongmin.
Fra-1在氮芥皮肤损伤愈合中的表达及意义
Expression and significance of Fra-1 in healing of nitrogen mustard-induced skin wound in mice
第三军医大学学报, 2018, 40(20): 1820-1825
Journal of Third Military Medical University, 2018, 40(20): 1820-1825
http://dx.doi.org/10.16016/j.1000-5404.201804202

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收稿: 2018-04-28
修回: 2018-06-28

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