0
文章快速检索  
高级检索
微小RNA-126基因在CD4+ T细胞介导小鼠自身免疫性肠炎中的作用
褚风云, 胡燕, 郭萌萌, 陈超, 赵娟娟, 刘云, 秦娜琳, 郑静, 徐林     
563099 贵州 遵义,遵义医学院免疫学教研室暨贵州省生物治疗人才基地,贵州省普通高等学校特色药物肿瘤防治特色重点实验室
[摘要] 目的 研究微小RNA-126(microRNA-126,miR-126) 基因敲减 (knock down,KD) 对CD4+ T细胞介导的自身免疫性结肠炎模型的影响并探讨其意义。 方法 常规利用DSS溶液喂养野生型 (WT) 和miR-126基因敲减 (miR-126KD) 小鼠,诱导急性自身免疫性结肠炎模型。HE染色观察小鼠结肠组织病理变化;FACS检测CD4+ T细胞的比例变化及其表面活化分子CD62L、CD44的表达;MACS分选出WT和miR-126KD小鼠脾脏中CD4+ CD62L+ T细胞,CFSE染色标记后,分别经尾静脉转输给WT小鼠,再诱导自身免疫性结肠炎模型;HE染色观察结肠组织病理变化;FACS检测CFSE阳性CD4+ T细胞表面活化分子CD62L、CD44的表达变化。 结果 与对照组相比,miR-126KD小鼠肠组织绒毛缺失不完整,黏膜上皮出现较大溃疡,炎性细胞浸润增加;FACS结果显示,miR-126KD组小鼠CD4+ T细胞比例和总数显著上调 (P < 0.01);且高表达CD44,低表达CD62L;过继转输实验结果显示,miR-126KD小鼠CD4+ T细胞转输组结肠组织损伤加重;同时,CFSE+细胞高表达CD44,低表达CD62L。 结论 miR-126基因敲减加重葡聚糖硫酸钠所致肠炎的病变程度。
[关键词] 微小RNA-126     CD4+ T细胞     IBD     肠炎模型     活化    
Role of microRNA-126 in CD4+ T cell-mediated autoimmune colitis in mice
Chu Fengyun , Hu Yan , Guo Mengmeng , Chen Chao , Zhao Juanjuan , Liu Yun , Qin Nalin , Zheng Jing , Xu Lin     
Department of Immunology, Talent Base of Biological Therapy of Guizhou Province, Guizhou Provincial College-based Key Lab for Tumor Prevention and Treatment with Distinctive Medicines, Zunyi Medical University, Zunyi, Guizhou Prouince, 563099, China
Supported by the General Program of National Natural Science Foundation of China (31370918), the High-level Innovative Talents Program of Guizhou Province (2016-4031), and the Project of Excellent Young Talents of Zunyi Medical University (15ZY-001)
Corresponding author: Xu Lin, E-mail: xulinzhouya@163.com
[Abstract] Objective To study the effect of microRNA-126 knockdown on CD4+ T cell-mediated autoimmune colitis in mice. Methods Wild-type mice and mice with microRNA-126 knockdown (miR-126KD) were fed with dextran sulfate sodium (DSS) solution for 7 d to induce acute autoimmune colitis. The pathological changes of the intestinal tissues were observed with HE staining, and the changes in CD4+ T cell percentage and expression levels of CD62L and CD44 molecules in CD4+ T cells were analyzed with fluorescence-activated cell sorting (FACS). CD4+ CD62L+ T cells purified from the spleen of miR-126 KD mice using magnetic activated cell sorting were stained with carboxyfluorescein diacetate, succinimidy1 ester (CFSE) and adoptively transferred into the wild-type mice, which were then exposed to DSS in drinking water to induce autoimmune colitis. The intestinal pathologies and changes of CD62L and CD44 expression in CFSE-positive cells of the recipient mice were analyzed with FACS. Results Compared with the normal control mice, miR-126KD mice with DSS-induced acute autoimmune colitis presented with obvious losses of intestinal villi, extensive ulcers in the mucosal epithelium and obvious infiltration of inflammatory cells in the intestinal tissues. FACS results showed that the percentage and total number of CD4+ Tcells were increased significantly in miR-126KD mice with a high expression of CD44 and a low expression of CD62L in CD4+ T cells (P < 0.01). Adoptive transfer experiments showed that miR-126KD CD4+ T cell transfer aggravated intestinal tissue damage in wild-type mice with acute autoimmune colitis, and CFSE+ cells from the wild-type mice showed an increased CD44 expression and a decreased CD62L expression. Conclusion miR-126 knockdown aggravates the pathological changes of CD4+ Tcell-mediated inflammatory bowel disease in mice induced by DSS.
[Key words] microRNA-126     CD4+ T cells     inflammatory bowel disease     colitis model     activation    

炎症性肠病 (inflammatory bowel disease, IBD) 是免疫系统异常引起的宿主免疫炎症损伤性肠道疾病,包括溃疡性结肠炎和克罗恩病,显著增加了患结肠癌的风险,严重危害人类的健康[1-3]。现有的研究表明,CD4+ T细胞作为机体免疫系统的重要组成部分,在IBD的发生、发展过程中具有重要作用,然而其功能调控机制仍待深入阐明。新近研究表明,微小RNA-126(microRNA-126,miR-126) 作为miRNAs家族重要成员之一,参与了机体多种免疫细胞发育和功能的调控,以及相关临床疾病的发生过程[4-9]。然而,miR-126是否可通过调控CD4+ T细胞功能,参与IBD的发生仍不清楚。本研究利用前期构建的miR-126敲减 (knock down,KD) 小鼠模型[10-11],观察miR-126基因敲减后对葡聚糖硫酸钠 (dextran sulphate sodium,DSS) 诱导的小鼠自身免疫性肠炎损伤以及CD4+ T细胞活化的影响,为后续进一步探讨miR-126对CD4+ T细胞功能调控作用和IBD的发生机制提供新的实验依据。

1 材料与方法 1.1 实验动物

FVB野生型小鼠做对照组南京生物公司构建的FVB/miR-126基因敲减小鼠作为实验组,分别取6只第3代8-10同龄、80~100 mg雌性小鼠进行实验。

1.2 主要试剂和仪器

4%多聚甲醛购自重庆川东化工公司;HE染色液 (泰康医疗);Mouse CD4+ CD62L+ T Cell Iso Kit Ⅱ分选试剂 (德国Miltenyi Biotec公司);抗小鼠CD4、CD8、CD62L、CD44流式抗体 (美国eBiosicence公司);羧基荧光素双乙酸盐 (carboxyfluorescein diacetate, succinimidy1 ester, CFSE) (上海浩然生物技术有限公司);SW-CJ-2FD型超净工作台 (苏州净化设备厂);Ⅸ-51倒置显微镜、Ⅸ-71倒置荧光显微镜 (日本Olympus公司);低温高速离心机 (美国Thermo公司);流式细胞仪 (美国eBioscience公司)。

1.3 自身免疫性肠炎模型的建立

用3% DSS蒸馏水溶液分别喂养8~10周龄的WT和miR-126KD小鼠 (n=6),第3~5天小鼠出现稀便、血便等大便性状改变现象,且活动明显减少,精神状态较差。自由饮用7 d后替换成正常饮用水继续喂养,第14天后处死小鼠作为实验组。未饮用DSS蒸馏水溶液的小鼠作为健康对照组 (n=6)。

1.4 HE染色检测小鼠大肠组织病理变化

断颈法处死1.3中造模成功的WT和miR-126KD小鼠以及健康对照组小鼠,分别取出所要观察的结肠组织,4%甲醛固定24 h后,石蜡包埋,切片成5 μm厚度,苏木精-伊红 (HE) 染色,显微镜下观察其病理结构变化。

1.5 脾脏组织单细胞悬液的制备

断颈法处死待检测小鼠,75%的酒精内浸泡5 min,超净台中分别取出小鼠脾脏组织后置于加有10 mL PBS缓冲液的平皿中,然后于200目无菌细胞筛上研磨组织,过滤2次;将细胞悬液转移至15 mL离心管中,1 200 r/min离心10 min;弃上清,弹匀剩余液体和细胞,加入3 mL红细胞裂解液,置于冰上15 min;加入10mL PBS缓冲液重悬细胞,1 200 r/min离心10 min,弃上清,弹匀剩余液体和细胞后,然后加入PBS缓冲液于200目筛网再次过滤,重复洗涤2次,将细胞液收集于新的15 mL离心管中,即得到脾脏组织单细胞悬液。

1.6 淋巴细胞膜分子检测

取制备好的待测单细胞悬液 (106~107个),用100 μL PBS缓冲液重悬细胞,转移至专用流式管中,分别加入流式抗体:抗小鼠CD4-Percp-Cy5.5、CD8-Percp-Cy7、CD62L-PE、CD44-APC各1 μL,混匀,置于冰上避光孵育30 min,然后用PBS液洗涤2遍,1 200 r/min离心10 min;弃上清,弹匀细胞后,加入300 μL PBS重悬细胞,上流式细胞仪检测。

1.7 MACS分选小鼠CD4+ CD62L+ T细胞

取1.5中获得的小鼠脾脏组织单细胞悬液,计数,按照10 μL/107的比例,避光加入CD4+ T细胞Biontin-Antibody Cocktail Ⅱ,混匀,4 ℃,15 min;加入30 mL PBE,按照20 μL/107细胞的比例,避光加入Anti-Biotin MicroBeads,混匀,4 ℃,20 min;加入PBE至15 mL,1 200 r/min离心10 min,弃上清,弹匀剩余液体和细胞,加入2 mL PBE液;将带有抗体的细胞液转移至LS柱,收集于新的15 mL离心管中,计数,1 200 r/min离心10 min,弃上清,加入800 μL PBE重悬细胞,按照10 μL/107细胞的比例,避光加入CD62L (L-selectin) MicroBeads,混匀,4 ℃,20 min;1 200 r/min离心10 min,弃上清,弹匀剩余液体和细胞,加入2 mL PBE液;然后将带有抗体的细胞液转移至LD柱,收集CD4+ CD62L- T细胞和CD4+ CD62L+ T细胞备用。

1.8 过继转输模型的建立

取MACS分选获得的WT和miR-126KD小鼠CD4+ CD62L+ T细胞,使细胞重悬于1640培养基中,浓度为1×106/mL,每毫升细胞液中加入2 μL CFSE,再用2 mL PBS缓冲液稀释,37 ℃孵育30 min后,加入5倍体积的含2%胎牛血清的PBS,轻轻吹匀细胞,终止染色。分别按照每只小鼠1×107个细胞经尾部静脉注射给同周龄WT小鼠,然后用3% DSS蒸馏水溶液喂养,第14天后处死小鼠 (n=6)。

1.9 统计学分析

实验数据以x±s表示。采用SPSS 16.0统计软件和Graph Pad PrismTM (Graphpad Software Inc.) 软件,组间比较采用两独立样本t检验,检验水准:α=0.05。所有实验均重复3次。

2 结果 2.1 DSS肠炎模型小鼠肠组织病理损伤加重

HE染色结果显示,与健康对照组相比,实验组WT小鼠肠绒毛缺失不完整,黏膜上皮出现溃疡,炎性细胞浸润增加;然而,模型组miR-126KD小鼠肠绒毛脱落更为显著,出现较大溃疡,且炎细胞浸润非常明显 (图 1)。

箭头示指向结肠组织病理区域A-B、D-E:(×100);C、F:(×400) 图 1 HE染色观察DSS肠炎模型小鼠肠组织病理学变化

2.2 miR-126基因敲减DSS肠炎模型中CD4+ T细胞比例显著增加

FACS分别检测各组小鼠脾脏中CD4+ T细胞的比例变化。结果显示,与WT对照小鼠相比,miR-126基因敲减后,小鼠脾脏中CD4+ T细胞比例明显增加 (图 2)。

A:流式细胞术检测结果; B:统计分析结果a:P < 0.05, 与WT小鼠比较 图 2 DSS肠炎模型小鼠脾脏中CD4+ T细胞的比例变化

2.3 miR-126基因敲减DSS肠炎模型中CD62L和CD44的表达

流式细胞术检测各组小鼠脾脏组织中CD4+ T细胞表面活化分子CD62L和CD44的比例变化。结果显示,与WT对照小鼠相比,miR-126基因敲减后,小鼠脾脏中CD4+ T细胞表面活化分子CD62L的比例明显减少,而CD44的比例显著增加 (图 3)。

图 3 DSS肠炎模型小鼠CD4+ T细胞表面活化分子CD62L和CD44的比例变化

2.4 miR-126基因敲减过继转输小鼠肠组织损伤加重

HE染色结果显示,与对照WT小鼠CD4+ CD62L+ T细胞转输组相比,miR-126KD小鼠CD4+ CD62L+ T细胞过继转输组小鼠的结肠组织炎性细胞浸润明显增加 (图 4)。

箭头示指结肠组织病理区域 图 4 过继转输小鼠肠组织病理学变化

2.5 过继转输实验中CD4+ T细胞CD62L和CD44的表达

流式细胞术检测结果显示,与对照转输组相比,miR-126KD小鼠CD4+ CD62L+ T细胞转输组小鼠的脾脏中,CFSE+细胞表达表面活化分子CD62L的比例明显减少,而CD44的比例显著增加 (图 5)。

图 5 过继转输小鼠CD4+ T细胞CD62L和CD44的表达

3 讨论

近来研究表明,微小RNAs在IBD的发生中发挥了关键作用[12]。如Maoa等[13]研究发现,下调的miR-139-5-p通过PI3K/AKT/Wnt信号通路,促进结肠炎及相关肿瘤的发生。Runtsch等[14]还发现,miR-146a在肠道屏障功能中扮演着重要角色,促进小鼠DSS结肠炎的病理损伤。对于miR-126而言,Paraskevi等[15]报道,在IBD患者外周血中,循环的miR-126水平明显增加。Chen等[16]进一步通过系统评价分析发现,作为IBD发生中关键信号途径——NF-κB途径的调节分子之一——miR-126水平变化与IBD密切相关。这些研究表明miR-126参与了IBD的发生过程。本研究我们利用前期构建的miR-126KD小鼠模型[10-11],观察发现miR-126基因敲减后,小鼠肠组织损伤明显加重,且炎症细胞浸润显著增加,提示miR-126敲减后可显著促进DSS诱导肠炎的发生。He等[17]报道miR-301a基因敲减后,其靶分子SNIP1显著上调,抑制Th17细胞的分化,对IBD的发生具有重要意义。Feng等[18]发现miR-126在临床IBD患者肠组织中表达明显上调,且与其靶分子I (IκBα) 的表达呈负相关。然而,本研究发现,在miR-126基因敲减小鼠模型体内通过DSS介导自身免疫性肠炎的发生过程中,肠损伤明显增加,且该损伤与CD4+ T细胞活化功能增强相关。结合到当前的实验结果,我们推测miR-126可能作为一个新的负性调控分子,参与IBD的发生过程。然而,鉴于IBD发生机制的复杂性和实验模型的局限性,miR-126在IBD发生中的确切调控效应及机制,包括对CD4+ T细胞亚群分化和其他免疫细胞功能的调控作用等,仍有待后续深入研究阐明。

CD4+辅助性T细胞的生物学功能异常与IBD的发生密切相关[19-20]。Dotan等[21]报道IBD患者肠上皮细胞损伤中CD4+ T细胞增殖能力增强,且IFN-γ分泌增加。Holmkvist等[22]研究发现,CD4+ T细胞可介导过继转输肠炎的发生,且该效应与其活化和功能变化密切相关。然而,miR-126对于CD4+ T细胞功能的调控及相关机制仍待阐明。我们前期研究发现miR-126敲减后CD4+ T细胞体内、外活化能力明显增强[23]。Hosokawa等[24]发现miR-126可通过靶向调控磷脂酰基醇3激酶调节亚基2(phosphoinositide-3-kinase,regulatory subunit2,PIK3R2) 的表达,促进CD4+ T细胞和CD8+ T细胞的活化。本研究发现,miR-126敲减后,IBD模型小鼠体内CD4+ T细胞高表达CD44分子,而低表达CD62L分子,显示活化能力明显增加。过继转输实验结果显示,miR-126敲减后的CD4+ T细胞不仅介导了更明显的肠组织损伤,同时也高表达CD44分子、低表达CD62L分子,提示miR-126敲减后导致的IBD病理损伤加重,与CD4+ T细胞活化功能增强密切相关。Mattes等[25]发现下调miR-126的表达可改变CD4+ T细胞向Th2亚群分化,对气道炎性疾病的发生具有一定的调控作用。我们前期研究发现miR-126通过PI3K/AKT信号通路诱导CD4+ Foxp3+调节性T细胞的分化[26]。这些研究表明miR-126作为miRNAs家族重要成员之一,不仅对于CD4+ T细胞的功能,且对于其亚群分化均具有重要调控作用,并参与相关临床疾病的发生过程。然而,其相关机制有待后续研究进一步阐明。

综上所述,本研究我们发现miR-126基因敲减可显著影响自身免疫性结肠炎模型的发生,且与CD4+ T细胞活化改变有关,为后续深入探讨miR-126分子对CD4+ T细胞功能的调控作用和IBD的发生机制提供新的实验依据。

参考文献
[1] Altwegg R, Vincent T. TNF blocking therapies and immunomonitoring in patients with inflammatory bowel disease[J]. Mediators Inflamm, 2014, 2014: 172821. DOI:10.1155/2014/172821
[2] Huang W M, Chang H J, Kroeker K I, et al. Management of Inflammatory Bowel Disease during Pregnancy and Breastfeeding Varies Widely: A Need for Further Education[J]. Can J Gastroenterol Hepatol, 2016, 2016: 6193275. DOI:10.1155/2016/6193275
[3] 黄娟, 魏艳玲, 王军, 等. 294例炎症性肠病临床特点及随访分析[J]. 第三军医大学学报, 2016, 38(8): 835–839.
Huang J, Wei Y L, Wang J, et al. Retrospective analysis and follow-up on 294 cases of inflammatory bowel disease[J]. J Third Mil Med Univ, 2016, 38(8): 835–839. DOI:10.16016/j.1000-5404.201509061
[4] Zhang Y, Yang P, Sun T, et al. miR-126 and miR-126* repress recruitment of mesenchymal stem cells and inflammatory monocytes to inhibit breast cancer metastasis[J]. Nat Cell Biol, 2013, 15(3): 284–294. DOI:10.1038/ncb2690
[5] Agudo J, Ruzo A, Tung N, et al. The miR-126-VEGFR2 axis controls the innate response to pathogen-associated nucleic acids[J]. Nat Immunol, 2014, 15(1): 54–62. DOI:10.1038/ni.2767
[6] Zhang T, Li L, Shang Q, et al. Circulating miR-126 is a potential biomarker to predict the onset of type 2 diabetes mellitus in susceptible individuals[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2015, 463(1-2): 60–63. DOI:10.1016/j.bbrc.2015.05.017
[7] Zhao S, Wang Y, Liang Y, et al. MicroRNA-126 regulates DNA methylation in CD4+ T cells and contributes to systemic lupus erythematosus by targeting DNA methyltransferase 1[J]. Arthritis Rheum, 2011, 63(5): 1376–1386. DOI:10.1002/art.30196
[8] Okuyama K, Ikawa T, Gentner B, et al. MicroRNA-126-mediated control of cell fate in B-cell myeloid progenitors as a potential alternative to transcriptional factors[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2013, 110(33): 13410–13415. DOI:10.1073/pnas.1220710110
[9] Goerke S M, Kiefer L S, Stark G B, et al. miR-126 modulates angiogenic growth parameters of peripheral blood endothelial progenitor cells[J]. Biol Chem, 2015, 396(3): 245–252. DOI:10.1515/hsz-2014-0259
[10] 胡燕, 廖珍媛, 李永菊, 等. 真核表达载体pEGFP-C2-miR-126-sponge的构建及其表达活性研究[J]. 第三军医大学学报, 2014, 36(1): 33–37.
Hu Y, Liao Z Y, Li Y J, et al. Construction of pEGFP-c2-mir-126-sponge eukaryotic expression vector and its expression activity[J]. J Third Mil Med Univ, 2014, 36(1): 33–37. DOI:10.16016/j.1000-5404.2014.01.016
[11] 胡燕, 李永菊, 陈超, 等. microRNA-126基因敲减小鼠的鉴定及其血糖水平变化[J]. 中南大学学报 (医学版), 2015, 40(1): 12–17.
Hu Y, Li Y J, Chen C, et al. Identification of miR-126 knockdown mouse and the change of blood glucose[J]. Journal of Central South University (Medical Science), 2015, 40(1): 12–17. DOI:10.11817/j.issn.1672-7347.2015.01.003
[12] Kalla R, Ventham N T, Kennedy N A, et al. MicroRNAs: new players in IBD[J]. Gut, 2015, 64(3): 504–517. DOI:10.1136/gutjnl-2014-307891
[13] Maoa R, Zou F, Yang L, et al. The loss of MiR-139-5p promotes colitis-associated tumorigenesis by mediating PI3K/AKT/Wnt signaling[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2015, 69: 153–161. DOI:10.1016/j.biocel.2015.10.008
[14] Runtsch M C, Hu R, Alexander M, et al. MicroRNA-146a constrains multiple parameters of intestinal immunity and increases susceptibility to DSS colitis[J]. Oncotarget, 2015, 6(30): 28556–28572. DOI:10.18632/oncotarget.5597
[15] Paraskevi A, Theodoropoulos G, Papaconstantinou I, et al. Circulating MicroRNA in inflammatory bowel disease[J]. J Crohns Colitis, 2012, 6(9): 900–904. DOI:10.1016/j.crohns.2012.02.006
[16] Wei Xu, Ch en, Li Hua, et al. Implication of miRNAs for inflammatory bowel disease treatment:Systematic review[J]. World J Gastrointest Pathophysiol, 2014, 5(2): 63–70. DOI:10.4291/wjgp.v5.i2.63
[17] He C, Shi Y, Wu R, et al. miR-301a promotes intestinal mucosal inflammation through induction of IL-17A and TNF-α in IBD[J]. Gut, 2016, 65(12): 1938–1950. DOI:10.1136/gutjnl-2015-309389
[18] Feng X, Wang H, Ye S, et al. Up-regulation of microRNA-126 may contribute to pathogenesis of ulcerative colitis via regulating NF-kappaB inhibitor IκBα[J]. PLoS ONE, 2012, 7(12): e52782. DOI:10.1371/journal.pone.0052782
[19] Bregenholt S, Reimann J, Claesson M H. Proliferation and apoptosis of lamina propria CD4+ T cells from scid mice with inflammatory bowel disease[J]. Eur J Immunol, 1998, 28(11): 3655-3663. DOI: 10.1002/(SICI)1521-4141(199811)28:11<3655::AID-IMMU3655>3.0.CO; 2-9.
[20] 蒲爱民, 张治草, 韩宾, 等. 姜黄素通过调节肠道IEL亚群缓解DSS诱导的小鼠溃疡性结肠炎[J]. 第三军医大学学报, 2016, 38(11): 1276–1280.
Pu A M, Zhang Z C, Han B, et al. Curcumin alleviates DSS-induced colonic inflammation by regulating intestinal IEL subsets in mice[J]. J Third Mil Med Univ, 2016, 38(11): 1276–1280. DOI:10.16016/j.1000-5404.201511154
[21] Dotan I, Allez M, Nakazawa A, et al. Intestinal epithelial cells from inflammatory bowel disease patients preferentially stimulate CD4+ T cells to proliferate and secrete interferon-gamma[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007, 292(6): G1630–G1640. DOI:10.1152/ajpgi.00294.2006
[22] Holmkvist P, Pool L H, gerbrand K, et al. IL-18 Rα-deficient CD4(+) T cells induce intestinal inflammation in the CD45RB (hi) transfer model of colitis despite impaired innate responsiveness[J]. Eur J Immunol, 2016, 46(6): 1371–1382. DOI:10.1002/eji.201545957
[23] 崔盼盼, 胡燕, 陶弋婧, 等. miR-126敲减增强小鼠CD4+ T细胞体内活性并促进其向Th1细胞分化[J]. 细胞与分子免疫学杂志, 2016, 32(3): 347–351.
Cui P P, Hu Y, Tao Y J, et al. MiR-126 knockdown enhances the activity of murine CD4+ T cells in vivo and promotes their differentiation into Th1 cells[J]. Chinese Journal of Cellular and Molecular Immunology, 2016, 32(3): 347–351.
[24] Hosokawa K, Muranski P, Feng X, et al. Identification of novel microRNA signatures linked to acquired aplastic anemia[J]. Haematologica, 2015, 100(12): 1534–1545. DOI:10.3324/haematol.2015.126128
[25] Mattes J, Collison A, Plank M, et al. Antagonism of microRNA-126 suppresses the effector function of TH2 cells and the development of allergic airways disease[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106(44): 18704–18709. DOI:10.1073/pnas.0905063106
[26] Qin A, Wen Z, Zhou Y, et al. MicroRNA-126 regulates the induction and function of CD4(+) Foxp3(+) regulatory T cells through PI3K/AKT pathway[J]. J Cell Mol Med, 2013, 17(2): 252–264. DOI:10.1111/jcmm.12003
http://dx.doi.org/10.16016/j.1000-5404.201610135
中国人民解放军总政治部、国家科技部及国家新闻出版署批准,
由第三军医大学主管、主办

文章信息

褚风云, 胡燕, 郭萌萌, 陈超, 赵娟娟, 刘云, 秦娜琳, 郑静, 徐林.
Chu Fengyun, Hu Yan, Guo Mengmeng, Chen Chao, Zhao Juanjuan, Liu Yun, Qin Nalin, Zheng Jing, Xu Lin.
微小RNA-126基因在CD4+ T细胞介导小鼠自身免疫性肠炎中的作用
Role of microRNA-126 in CD4+ T cell-mediated autoimmune colitis in mice
第三军医大学学报, 2017, 39(8): 767-772
Journal of Third Military Medical University, 2017, 39(8): 767-772
http://dx.doi.org/10.16016/j.1000-5404.201610135

相关文章

工作空间